Bereitung von 1 Liter Murashige & Skoog Medium :
Zutaten nach "Plants From Test Tubes":
1 Liter destilliertes Wasser
4,41g Murashige & Skoog Basis Medium inkl. Vitamine (dephyte.com)
30 g Sucrose
8 Gramm Tissue Culture Agar
4 ml NAA (Auxin) Stock Solution (Stock Solution = 10mg NAA auf 100ml dest. Wasser)
Zutaten nach Roberta H. Smith "Plant Tissue Culture" getestet für Callus Induktion:
1 Liter destilliertes Wasser
4,41 g Murashige & Skoog Basis Medium inkl. Vitamine (dephyte.com)
30 g Sucrose
8 Gramm Tissue Culture Agar
3 ml 2,4-D (Auxin) Stock Solution (Stock Solution = 10 mg 2,4-D auf 100 ml dest. Wasser)
1 ml Kinetin (Cytokinin) Stock Solution ((Stock Solution = 10 mg Kinetin auf 100 ml dest. Wasser)
Dazu käme noch 1 ml Plant Preservation Mixture (
http://www.kitchenculturekit.com/ppm.aspx) pro Liter Medium.
1. MS-Basis Medium in destilliertem Wasser lösen
2. Sucrose und Auxin/Cytokinin und Plant Preservation Mixture hinzufügen
3. PH Wert der Lösung justieren
4. Agar hinzufügen
5. Mischung in Behälter füllen und im DDKT 20 min. autoklavieren
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Oberflächensterilisation des Explants:
1. Explant mit Leitungswasser waschen um Schmutz und Staub zu entfernen
2. Explant in ein Glas mit Leitungswasser geben, ein paar Tropfen Spülmittel oder Tween 20 hinuzfügen und waschen
3. Danach 3x mit destilliertem Wasser waschen, jede Wäsche sollte 3-4 Minuten dauern
4. Explant in die Glove Box geben
5. Mit JIK Bleiche oder einer anderen handelsüblichen Bleiche (3,5% Natriumhypochlorit) für 20-30 Minuten behandeln
6. Danach 3x mit sterilem destillierten Wasser waschen, jede Wäsche sollte 3-4 Minuten dauern
7. Dann das Explant für 30 Sekunden mit 70%igem Ethanol waschen um das restliche Wasser zu entfernen
8. Mit einer sterilen Klinge das Explant in kleine Teile schneiden
9. Das Explant ist bereit für die Inokulation
disinfectants.jpg
Was haltet ihr von den Rezepten bzw. der Explant-Reinigung?
Wären diese so wie sie hier stehen praktikabel, lässt sich etwas verbessern?
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